Präanalytik Mikrobiologie
Gewinnung und Lagerung von Materialien zur mikrobiologischen Diagnostik
Der Aussagewert mikrobiologischer Untersuchungen hängt maßgeblich von der Gewinnung des Untersuchungsmaterials, seiner korrekten Lagerung bis zur Verarbeitung im Labor sowie des Transportes ab.
Die Materialgewinnung sollte grundsätzlich vor Beginn einer antibiotischen Therapie oder anderer keimschädigender Maßnahmen erfolgen. Die Materialentnahme sollte möglichst vom Ort der vermuteten Infektion erfolgen. Mehrmalige Entnahmen erhöhen die Wahrscheinlichkeit eines Erregernachweises.
Je größer das Probenvolumen ist, desto größer ist die mikrobiologische Ausbeute.
Die korrekte Identifikation der Probe sowohl auf dem Probengefäß als auch auf dem Probenbegleitschein gewährleistet die korrekte Zuordnung. Zusätzlich erfolgt die genaue Angabe und Bezeichnung des Untersuchungsmaterials (Materialart, z.B. „Abstrich“; Entnahmeort, z.B. „Abszess rechter Oberschenkel“). Die Untersuchungsmethodik des Labors richtet sich nach diesen Angaben (Ansatzschemata und unterschiedliche Verarbeitungstechniken) und führt so zu einer effektiveren Diagnostik und aussagekräftigen Ergebnissen. Bitte verschließen Sie alle Gefäße fest.
Die Angabe der Verdachtsdiagnose hat ebenfalls Auswirkungen auf die Methodik (z. B. „V. a. Brucellose“) und erleichtert die mikrobiologisch-infektiologische Interpretation des Befundes. Die Angabe und Dokumentation des Entnahmedatums sowie der Zeit ist generell erforderlich und ermöglicht so eine Bewertung der Lagerungszeit und somit der diagnostischen Wertigkeit des Untersuchungsmaterials.
Grundsätzlich sollten Materialien für die mikrobiologische Diagnostik auf schnellstem Wege in das Labor gelangen; sofern die Proben gelagert werden müssen, ist auf die empfohlene Temperatur (Raumtemperatur oder auch bei 4°C) zu achten.
Wenn empfindliche Keime erwartet werden (N. gonorrhoeae, H. influenzae u.a.), ist eine Lagerung der Materialien bei RT empfehlenswert.
Eine Lagerungszeit von 24 Stunden sollte im Allgemeinen nicht überschritten werden.
Entnahmetechniken und Lagerungshinweise
Flüssige Materialien (z. B. Punktat, Eiter, Sekret) oder auch Gewebe sind Abstrichen grundsätzlich vorzuziehen.
Die Keimausbeute ist aufgrund der präanalytischen Labormethodik (Anreicherung) in der Regel größer als bei anderen Untersuchungsmaterialien. Auf ausreichende Mengen ist bei Punktaten zu achten (ausreichend sind in der Regel 10 ml, bei Eitermaterialien reichen auch kleinere Volumina).
| Material | Raumtemperatur | 4°C |
|---|---|---|
| Blutkulturen | + | - |
| Punktate (nativ und in BK-Flaschen) | + | - |
| Liquor (nativ und in BK-Flaschen) | + | - |
| Biopsie- und Operationsmaterialien | + | - |
| Sputum, Tracheal-, Bronchialsekret, BAL | + | + (T≥2-24h) |
| Kunststoffmaterialien | - | + |
| Urine | - | + |
| Abstriche | + | - |
| Ejakulat | + | - |
Spezielle Entnahmetechniken
Flüssige Materialien oder auch Gewebe sind Abstrichen grundsätzlich vorzuziehen. Die Keimausbeute ist aufgrund der präanalytischen Labormethodik (Anreicherung) in der Regel größer als bei anderen Untersuchungsmaterialien. Auf ausreichende Mengen ist bei Punktaten zu achten (ausreichend sind in der Regel 10 ml, bei Eitermaterialien reichen auch kleinere Volumina).
Abstriche
Entnahmebesteck
Steril verpackte Tupfer (für große Flächen – blaue Abstrichtupfer, kleine Flächen – orangene Abstrichtupfer),
Röhrchen mit Transportmedium. Das Medium in den Transportröhrchen verhindert die Austrocknung vorhandener Bakterien, es ist kein Nährmedium und unterstützt somit nicht das Wachstum der Bakterien.
Entnahmetechnik
Bei Abstrichen von trockenen Körperarealen empfiehlt sich die vorherige Befeuchtung des Tupfers mit steriler, physiologischer Kochsalzlösung. Die Gewinnung des Untersuchungsmaterials erfolgt durch Abrollen des Watteträgers und Benetzung der gesamten Oberfläche.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll ASAP ins Labor versendet werden.
Spezielle Abstrichbestecke und Transportmedien sind für einige molekularbiologische Untersuchungen (PCR) erforderlich und im Labor anzufordern (z.B. C. trachomatis, N. gonorrhoeae, humane Papillomaviren aus dem urogenitalen Bereich). Flexible (Drahtgestelltupfer) schmale Tupfer für nasopharyngeale Abstriche (Pertussis) oder auch Urethralabstriche.
Hinweise:
Der molekularbiologische Nachweis von Chlamydia trachomatis und Neisseria gonorrhoeae erfolgt in einer Untersuchung.
Die HPV Genotypisierung erfolgt für HPV-high/low-risk-Typen.
Biopsien und Operationsmaterialien (einschl. Sternalpunktaten und Knochenmarksstanzen)
Entnahmebesteck
Sterile, festverschließbare Probengefäße (unterschiedliche Größen).
Entnahmetechnik
Nach einer entsprechenden Vorbehandlung Überführung der Untersuchungsmaterialien in die dafür vorgesehenen Gefäße. Zur Vermeidung der Austrocknung der Materialien Hinzufügung von physiologischer Kochsalzlösung (bei kleineren Materialien reichen einige Tropfen, bei größeren Materialien bis zu 1 ml physiologischer Kochsalzlösung).
Lagerung
Bis zur Verarbeitung im Labor Lagerung bei Raumtemperatur.
Hinweise:
Bei Verdacht auf Periprothetische Infektionen: Mind. 5 Gewebematerialien für die kulturelle Anzucht!
Blutkulturen
Entnahmezeitpunkt
Bei septischen Patienten ist es empfehlenswert, die Blutkulturen vor oder möglichst früh im Fieberanstieg zu entnehmen (und vor Beginn der antibiotischen Therapie). Die Entnahme von 3 Blutkultursets (96-98% Nachweis von pathogenen Erregern) aus unterschiedlichen Entnahmestellen erhöht die Sensitivität der Blutkulturdiagnostik und erleichtert die Interpretation der Relevanz eines nachgewiesenen Erregers.
Bei akuter bzw. subakuter infektiöser Endokarditis sollten 3-5 Blutkultursets vor Therapiebeginn aus verschiedenen Entnahmestellen abgenommen werden.
Punktionstechnik
Nach Desinfektion der Punktionsstelle (mindestens 30-Sekunden-Einwirkung des Desinfektionsmittels) Haut trocknen lassen oder mit sterilem Tupfer abwischen. Die Punktionsstelle sollte danach nicht mehr berührt werden. Blut unter aseptischen Bedingungen vom Patienten entnehmen (z. B. steriles Überleitungsschlauchsystem, Spritze etc.). In der Regel wird eine periphere Vene punktiert. Eine Entnahme aus einem liegenden Katheter soll auf Grund der Kontaminationsgefahr nicht erfolgen.
Inokulation der Blutkulturflasche
Die Kappen der Blutkulturflaschen entfernen und das Durchstichseptum mit alkoholischen Präparaten desinfizieren. Ein Blutkulturset besteht aus einer aeroben und aus einer anaeroben Blutkulturflasche. Die Blutkulturflaschen mit jeweils 8-10 ml beimpfen. Spezielle Medien (PEDS-Flaschen) für die Pädiatrie können mit 1-3 ml inokuliert werden.
Hinweise:
Zuerst ist die aerobe Flasche zu beimpfen, Blutkulturflaschen nicht belüften. In der Blutkulturflasche besteht Unterdruck. Die Entnahmestelle, sowie Entnahmedatum/-zeit müssen auf dem Begleitschein und auf den Flaschen vermerkt werden.
Lagerung/Transport
Der Transport der beimpften Blutkulturflaschen ins Labor muss so schnell wie möglich erfolgen.
Bis zur Verarbeitung im Labor sollten die Blutkulturflaschen bei Raumtemperatur aufbewahrt werden.
Wurden die Blutkulturflaschen extern vorbebrütet, muss dies unbedingt auf dem Begleitschein angegeben werden.
Ejakulat
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z.B. 10 ml Probenröhrchen, 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Nach gründlicher Händewaschung erfolgt die Reinigung der Glans penis mit Tupfer und reinem Wasser. Auffangen des Untersuchungsmaterials in die dafür vorgesehenen Gefäße.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden.
Gastrointestinale Bioptate
Entnahmebesteck
Sterile, festverschließbare Probengefäße (unterschiedliche Größen). Spezialtransportmedium PORTAGERM pylori (PORT-PYL).
Entnahmetechnik
Helicobacter pylori: Bioptate aus Magenantrum und -korpus in Spezialtransportmedium.
Parasitendiagnostik bei speziellen Fragestellungen (z.B. Nachweis von Giardia lamblia, Strongyloides): Bioptate aus Duodenalschleimhaut
Morbus Whipple: Bioptate aus Dünndarm. Nachweis mittels PCR (Fremdversand)
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll schnellstmöglich ins Labor versendet werden.
Kunststoffmaterialien (Katheter, Sonden u. a.)
Entnahmebesteck
Entsprechende sterile, verschließbare Probengefäße (z. B. 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Entfernung des Kunststoffmaterials unter sterilen Bedingungen (steriles Tuch, Desinfektion der Insertionsstelle). Nach Trocknung der Desinfektionsmaterialien wird der Kunststoff entfernt und die Spitze in einer Länge von ungefähr 4-6 cm abgeschnitten und in die sterilen Gefäße verbracht (semiquantitative Keimzahlbestimmung).
Lagerung
Nach Hinzufügung von steriler, physiologischer Kochsalzlösung (1-2 ml) bei 4°C.
Liquor
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z. B. 10 ml Probenröhrchen). PEDS-Blutkulturflaschen.
Entnahmetechnik
Punktion unter sterilen Bedingungen und Nativliquor (1-2 ml) in sterile Probenröhrchen überführen.
Zusätzlich empfehlen wir die parallele Überimpfung von Liquor (1-3 ml) in PEDS-Blutkulturflaschen.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll umgehend ins Labor versendet werden.
Untersuchungsmaterialien zur Anreicherung in Blutkulturflaschen sind für längere Transportzeiten geeignet und sollen bei Raumtemperatur gelagert werden. Die Beladung der Blutkulturflaschen in spezielle Inkubatoren im Labor muss innerhalb von 24 h nach Abnahme erfolgen!
Hinweise:
Parallel zur mikrobiologische Liquordiagnostik sollte eine Blutkulturdiagnostik (siehe dort) erfolgen.
Aus Nativliquor (mind. 1 ml) kann ein Antigen-Schnelltest erfolgen. Folgende Erreger können detektiert werden: Neisseria meningitidis (Typ A, B, C, Y, W135), Haemophilus influenza Typ b, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus agalactiae, Escherichia coli.
Eine molekularbiologische Untersuchung aus Nativliquor (idealerweise: separates Probenröhrchen mit 1 ml Nativliquor) umfasst Streptococcus pneumoniae, Listeria monozytogenes und neurotrope Viren.
Punktate
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße mit Schraubverschluss (z. B. 10 ml Probengefäße, 100 ml Schraubverschlussgefäße, Blutkulturmedium).
Entnahmetechnik
Punktion unter sterilen Bedingungen und dann Überimpfung des Untersuchungsmaterials in die dafür vorgesehenen Gefäße. Bei zu erwartenden niedrigen Keimzahlen kann eine Anreicherung über Verimpfung eines Aliquot in Blutkulturnährmedien (aerobe und anaerobe Flasche) vorteilhaft sein.
Lagerung
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden. Untersuchungsmaterialien zur Anreicherung in Blutkulturflaschen sollen bei Raumtemperatur gelagert werden. Die Beladung der Blutkulturflaschen in spezielle Inkubatoren im Labor muss innerhalb von 24 h nach Abnahme erfolgen!
Sputum, Tracheal-, Bronichalsekret, Bronchiallavage (BAL)
Entnahmebesteck
Sterile Probengefäße ohne Zusätze mit Schraubverschluss (z. B. 10 ml Probengefäße, 100 ml Schraubverschlussgefäße).
Entnahmetechnik
Vor der Sputumgewinnung Mund gründlich mit Wasser spülen (CAVE: nicht bei Untersuchung auf Mykobakterien, siehe dort). Möglichst geringe Speichelkontamination. Ggf. Probengewinnung durch Inhalation mit 15%-NaCl.
Bronchoskopisch gewonnene Materialien sind für eine mikrobiologische Untersuchung besser geeignet:
Brochoalveoläre Lavage (BAL): 5-10ml
Geschützte Bürste: 1-2ml in Ringerlösung
Lagerung/Transport
Nativmaterial wird bei Raumtemperatur gelagert und soll so schnell wie möglich ins Labor versendet werden (CAVE: bei empfindlichen Erregern, z. B. Pneumokokken). Bei Lagerzeiten 2-24h Lagerung bei 2-8°C.
Hinweise:
Mykobakteriendiagnostik à siehe Abschnitt Präanalytik Mykobakterien und Tuberkulosediagnostik
Folgende pneumotrope Erreger werden derzeit mittels PCR in unserem Labor nachgewiesen: Streptococcus pneumoniae, Legionella pneumophila, Chlamydophila pneumoniae, Mycoplasma pneumoniae, Bordetella pertussis, Bordetella parapertussis, Pneumocystits jirovecii, Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, Rhinovirus, Coronaviren, Parechovirus, Metapneumovirus, Adenoviren, Enteroviren, Herpesviren (CMV, HSV 1/2)
Paragonismus à Paragonimus-Eier können je nach Stadium auch im Sputum nachgewiesen werden. Hierfür kann natives, hochgehustetes Sputum eingesandt werden. Aufgrund der intermittierenden Ausscheidung z. B. drei Proben von drei verschiedenen Tagen einsenden. Ggf. zusätzliche Untersuchung von Stuhl veranlassen.
Stuhl
Für die Untersuchung empfehlen wir eine Serie von mind. 2 Stuhlproben (Positivitätsrate bis zu 98%) bei Erwachsenen und mind. 1 Stuhlprobe bei Kindern (Positivitätsrate bis zu 98%). Bei Verdacht auf intestinale Protozoen oder Wurmerkrankungen ist eine Untersuchung von ≥3 Stuhlproben aufgrund der intermittierenden Ausscheidung sensitiver. Der Abstand zwischen den Stuhlproben sollte 1-3 Tage betragen.
Entnahmebesteck
Sterile und verschließbare Stuhlröhrchen (mit Schraubverschluss; keine Stopfen verwenden)
Die Probe sollte zur eindeutigen Zuordnung stets beschriftet werden (inkl. Name, Vorname, Geburtsdatum), da es im Rahmen der Bearbeitung vorkommen kann, dass die Probe vom Auftragsschein getrennt werden muss.
Bitte beachten Sie, dass keine Umverpackungen direkt mit Stuhl gefüllt werden, da dies eine erhebliche Infektionsgefahr für unsere Mitarbeiter darstellt und das Material verworfen werden muss. Informieren Sie bitte Ihre Patienten diesbezüglich.
Entnahmetechnik
Auffangen des Stuhls mit einem "Stuhlfänger". Für Stuhluntersuchungen sollte das Stuhlröhrchen bis zur Hälfte mit Stuhl von verschiedenen Stellen, bevorzugt aus Bereichen mit Blut- und/oder Schleimhautauflagerungen, befüllt werden.
Lagerung und Transport
Stuhlröhrchen zur Hälfte füllen (Mindestmenge z. B. entsprechend 3 Haselnüssen)
Auf Grund möglicher Keimanreicherung sollten die Materialien bis zum Transport unbedingt bei 4 °C gekühlt werden. Lagerung bei Raumtemperatur nur wenn die Transportzeit ≤2h beträgt.
Hinweise:
Bei Helicobacter pylori dient der Stuhl-Antigen-Test als Verlaufskontrolle nach Eradikationstherapie (Sensitivität: 88-98%). Lagerung bei Raumtemperatur, optimale Transportzeit 2h, eine Transportzeit <24h ist unbedingt einzuhalten Clostridien-Transport sollte zeitnah (idealerweise innerhalb von 2 Stunden nach Abnahme), da bei Raumtemperatur das Toxin zerfällt und eventuell nicht mehr nachweisbar ist. Bei Verdacht auf Madenwurminfektion einen durchsichtigen Klebestreifen neben der Analöffnung aufkleben, abziehen und auf einen Objektträger kleben. Bei sehr umfangreichen Untersuchungen (z. B. bei Diarrhoen nach Auslandsaufenthalt) sollten 2 Stuhlröhrchen pro Ansatz eingeschickt werden.
Urin
Entnahmematerialien
Native Urine (10 ml Urinmonovetten ggf. auch 100 ml Schraubverschlussgefäße) erlauben eine differenziertere mikrobiologische Aussage über Leukozyten und Leitkeime bzw. deren Keimzahlen.
Mittelstrahlurin (10-20 ml), Katheterurin (10-20 ml; Einmalkatheter, Punktionsurin).
Die Entnahme über Dauerkatheter sollte zur Vermeidung von Kontaminationen durch eine bestehende Bakterienkolonisation nur über einen frisch gelegten Dauerkatheter erfolgen!
Entnahmetechnik
Morgenurin ist am aussagekräftigsten. Zur Vermeidung einer Kontamination sind die allgemeinen Richtlinien zur Entnahme von Mittelstrahlurin unbedingt einzuhalten und dem Patienten zu erklären. Nach gründlicher Händewaschung erfolgt beim Mann: die Reinigung der Glans penis mit Tupfer und reinem Wasser; bei der Frau: die Reinigung der Vulva mit feuchtem Tupfer von vorne nach hinten, zweimalige Wiederholung mit jeweils frischem Tupfer, Säuberung des Orifiziumbereichs mit viertem Tupfer. Dann wird die mittlere Harnportion in entsprechenden Gefäßen aufgefangen.
Einmalkatheterurin
Entnahme frühestens 3-5h nach der letzten Miktion. Reinigung wie bei Mittelstrahlurin.
Blasenpunktionsurin
Punktion unter sterilen Bedingungen bei gefüllter Blase. Hoher diagnostischer Aussagewert.
Bei Dauerkatheterträgern erfolgt die Gewinnung des Urins durch Punktion einer sorgfältig desinfizierten Stelle des proximalen Katheterteils, nicht aus dem Auffangbeutel!
Lagerung
Auf Grund möglicher Keimanreicherung sollten die Materialien bis zum Transport unbedingt bei 4°C gekühlt werden.
Hinweise:
Schistosomendiagnostik à Schistosoma-haematobium-Eier können mikroskopisch im Urin nachgewiesen werden. Hierfür wird Sammelurin (Gesamturin zwischen 10 und 14 Uhr) benötigt, der zeitnah ins Labor transportiert werden muss. Eier von anderen Schistosomen-Spezies werden aus Stuhl durchgeführt. Die Entscheidung über die Untersuchungsmethode sollte entsprechend der Endemiegebiete entschieden werden. Mykobakteriendiagnostik à siehe Abschnitt Präanalytik Mykobakterien und Tuberkulosediagnostik
Weiterführende Literatur
- Miller JM et al. A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2018 Update by the Infectious Diseases Society of America and the American Society for Microbiology. Clin Infect Dis. 2018 Aug 31;67(6):813-816.
- Carroll KC et al. (2019). Manual of Clinical Microbiology 12th Washington DC: ASM Press.